<< Предыдущая

стр. 6
(из 8 стр.)

ОГЛАВЛЕНИЕ

Следующая >>

Технология получения корма для криптолемуса достаточно проста. На стеллажах в теплицах на тыквах или проростках разводят мучнистого червеца, которого периодически собирают жесткой кисточкой и сушат при 100-105°С в сушильном шкафу в течение 1-2 мин., а затем при 50°С - 1-1,5 часа. С 1 тыквы можно получить 100 г червеца, что достаточно для выкармливания 1000 жуков. При использовании растений сои в фазе 2 пар листьев (10-15 см высотой) и плотности культуры 350-400 растений/м2 для питания того же количества жуков необходимы 4 м2 ее посевов.
В настоящее время уже разработаны искусственные полусинтетические среды для разведения личинок и жуков криптолемуса (табл.8).
Таблица 8
Состав сред для разведения криптолемуса

Компонент
Используется для питания


личинок
жуков
Казеин
14,0
14,0 20,0
Аминокислоты:


аргинин
0,015

гистидин
0,01

глутамин
0,05

цистин
0,15
0,12
глицин
0,15

Жиры:


кукурузное масло
1,0
1,0 1,0
сливочное масло
2,5
2,5
холестерин
1,0
1,0
Сахароза
13,0
12,0 15,0
Смесь минеральных солей
1,5
1,5
Автолизат пивных дрожжей
20,0
8,0 40,0
Токоферол
0,06
0,08 0,8
Инозит
0,02

Парааминобензойная кислота
0,02

Пантотенат Са
0,03

Витамины:


аскорбиновая кислота
0,15
0,15
никотиновая кислота
0,03

В12
0,08

Холин-хлорид
0,00006

Биотин
0,0004

Фолиевая кислота
0,015

Сорбиновая кислота
0,12

Сухие червецы
20,0

Сухое молоко

2,0 10,0
Агар-агар
1,0
20,0 1,0
Н2О дист.
30,0
40,0

Корм готовится в виде гранул. Для кормления 1000 личинок требуется 400 г среды. Среда для жуков значительно проще.
Колонизацию энтомофага за вегетацию целесообразно проводить дважды с нормой пыпуска 5 тыс.особей/га, например, на чайных плантациях первую в середине-конце мая и вторую - через 1-1,5 месяца.

Клоп подизус

Клоп подизус (Podisus maculiventris) - хищное насекомое из отряда Полужесткокрылых (Hemiptera) семейства Щитников (Pentatomidae), питающееся личинками многих видов вредителей: американской хлопковой совки (Heliotis zea), эпиляхны (Epilachna spp.), табачного листового минера (Phthorimaea operculella) и др. Личинки и нимфы клопа активно питаются яйцами и личинками колорадского жука ,и в меньшей степени имаго (см.рис.2-3). Одна личинка энтомофага съедает 140 яиц, 7-12 личинок и 1 жука, тогда как имаго - до 500 яиц, 50-60 личинок и до 14 жуков.
Оптимальные условия для развития подизуса 25-28°С и влажность воздуха 85%. В этом случае весь цикл его продолжается 34 дня. Средняя плодовитость самок около 260 яиц. Яйца и личинки клопа погибают при длительном воздействии температур (более 5 суток) ниже 10°С, пределами развития которых являются 13,5о и 12,9°С соответственно. Поэтому в практических целях его используют преимущественно в южных районах страны.
При массовом разведении клопа подизуса в качестве корма применяют гусениц большой вощинной моли, мельничной огневки и личинок комнатных мух. Возможно продолжительное хранение имаго при 5°С и относительной влажности 50%.
Против колорадского жука энтомофага целесообразно применять при появлении первого поколения, если численность его личинок достигает критической численности - 15 особей/растение в фазу цветения. При норме выпуска клопа 1:20 эффективность достигает 85%. После окрыления клопы обычно улетают с полей, что требует повторных заселений. Всего за вегетацию рекомендуется 3-х кратный выпуск энтомофага. Накопления его не происходит также из-за гибели подавляющего числа особей в зимний период, вследствие применяемой агротехники на пасленовых культурах (перце,баклажанах,картофеле) весенняя и осенняя обработки почвы, севообороты. Поэтому основным методом применения в защите растений клопа-подизуса остается сезонная колонизация.

Жужелицы и божьи коровки

Изучение различных обитателей агроценозов показало, что некоторые населяющие их виды, например, жужелицы и божьи коровки, способны эффективно контролировать популяции таких вредителей, как долгоносики, проволочники, клопы и др. Так, в посевах пшеницы жужелицы из родов Carabus и Calosoma могут уничтожать до 60% клопа-черепашки, поедая их яйца и личинки младших возрастов. Еще выше (до 85%) эффективность жужелиц в отношении яиц капустной мухи.
Яйцами и личинками насекомых, а также клещами активно питаются различные виды божьих коровок. Их жуки и личинки за период развития съедают от 40 до 800 особей тлей, щитовок, клещей. Божьи коровки отличаются высокой плодовитостью. Самка откладывает от 40 до 700 яиц, в зависимости от внешних условий и наличия корма. Среди местных видов обычно доминируют в садах - Adalia bipunctata, Coccinella septempunctata, Calvia spp., Scymnums spp., Stethorus punctilum и др., на овощных культурах - Adonia variegata, Propileae quatuordecimpunctata, C.septempunctata, C.undecimpunctata, и цитрусовых Exochomus quadripustulatus, Chilocorus spp., Cryptolaemus montrouzieri, Rodolia carolinalis.
Приемы, активизирующие их деятельность, например, агротехнические, создают оптимальные (в соответствии с биологическими требованиями) условия для развития природных популяций указанных видов.

Триблиограф

Триблиограф (Trybliographa rapae) - небольшое насекомое (около 5 мм) из отряда Перепончатокрылых (Hymenoptera) семейства орехотворок (Cinipidae), которое паразитирует на личинках капустных мух (Delia brassicae, D.floralis). В естественных условиях энтомофаг заражает до 30% их личинок.
Имаго триблиографа черного цвета. Самки имеют развитый яйцеклад. Крылья прозрачные. Яйца белые овальные со стебельком. Личинки энтомофага также белого цвета (2-5 мм длиной) с выраженным хвостовым придатком. У отродившихся личинок заметны 3 пары грудных придатков с шипиками, исчезающие по мере развития. Куколка вначале белая, а затем черная. Энтомофаг зимует в почве в фазе личинки и куколки в пупариях капустных мух. Рано весной перед выходом он выедает их, оставляя только кутикулу, где окукливается. Вылетающие самки заражают личинок капустных мух всех возрастов. Они откладывают до 100 яиц, развитие которых длится 3-4 дня. Продолжительность цикла развития при температуре 18оС около 2 месяцев.
Искусственное разведение энтомофага проводят на ложнококонах капустной мухи, которая для этих целей выращивается в лабораторных условиях на корнеплодах редьки, брюквы или редиса, размещенных в специальных садках на влажном песке. Отложенные самками яйца капустной мухи можно собирать кисточкой впрок и использовать для получения (на тех же корнеплодах) их личинок и куколок. Куколки (ложнококоны-пупарии) выделяют путем просеивания на сите. Среди них всегда находятся и зараженные энтомофагом. Их можно хранить при 5°С около полугода.
При 20°С происходит активизация энтомофага, который вылетает из ложнококонов капустных мух через 5-7 дней. Его отлавливают и используют по назначению. Перед колонизацией триблиографа подкармливают 20% сахарным сиропом. Оптимальное соотношение при выпуске энтомофага составляет 1:50.

Афелинус

Афелинус (Aphelinus mali) - мелкое насекомое (0,8-1,3 мм) из отряда Перепончатокрылых семейства Афелинид (Aphelinidae), паразитирующее преимущественно на яблонной кровяной тле.
Зимует в фазе личинки в теле жертвы. Рано весной при температурах выше 5°С личинки окукливаются. Вылет взрослых насекомых начинается при 16°С. Имаго черного цвета с желтым брюшком. У самок короткий яйцеклад, с помощью которого она откладывает в тело тли по одному яйцу. Общая плодовитость их около 100 яиц.
Вылупившиеся личинки питаются внутри тлей. Длительность развития одного поколения составляет в зависимости от условий 16-25 дней. В течение вегетационного периода паразит может дать 6-9 поколений.
При температуре ниже 13°С личинки впадают в диапаузу. Эффективность афелинуса может достигать после выпуска 95%. На 1 га требуется около 1000 его особей. Для этого ветки с его зимующими стадиями развешивают в садах.

Проспальтелла

Из того же отряда и семейства известен еще один энтомофаг - проспальтелла (Prospaltella berlesei) - очень мелкое насекомое (0,4-0,7 мм) желтого цвета. Переднеспинка, верх брюшка и бедра ног бурые. Специализирован к паразитированию на тутовой щитовке.
Самка откладывает по 1 яйцу в тело личинок 2-го возраста тутовой щитовки. Общая плодовитость их около 100 яиц. Первое поколение развивается за 45-50 дней. За вегетационный период формируется 5-6 поколений.
Паразит был завезен в субтропические районы из Италии, и уже акклиматизировался. В лабораторных условиях популяцию проспальтеля поддерживают на тыквах, зараженных щитовкой (или саженцах косточковых - вишня, персик, черешня).
Сезонную колонизацию проводят так же как афелинуса, развешивая в насаждениях ветки с энтомофагом.

АКАРИФАГИ

В меньшей степени изучены и используются на практике в защите растений, как регуляторы численности вредителей, клещи - акарифаги. Тем не менее, изучение природных популяций клещей различных видов, особенно хищных, оценка их эффективности ведется достаточно активно (рис.4-9,10).
К настоящему времени наиболее известны и практически значимы 2 представителя этого класса - фитосейулюс и амблисейус.

Фитосейулюс

Фитосейулюс (Phytoseiulus persimilis A.H.) - хищный клещ из отряда Parasitiformes семейства Phytoseiidae. Специализирован к питанию паутинными клещами. В естественных условиях встречается в прибрежных районах средиземноморских стран и Южной Америки. Оптимальными условиями для его развития являются температура в пределах 25-30°С и влажность не ниже 70%. Развитие одного поколения продолжается 5-6 дней.
Самка клеща в среднем откладывает 50-80 яиц. Одна взрослая особь или нимфа за день уничтожает до 30 яиц, 20 личинок, или 5-6 диапаузирующих самок паутинного клеща. Уничтожив колонию вредителя, хищник переходит на другие листья в поисках жертвы. Без пищи фитосейулюс быстро погибает. Поэтому при появлении новых очагов паутинного клеща выпускают дополнительные партии хищника. Его разводят в оранжереях в условиях повышенной влажнЬҐh_аe|ђНК|ЌZЮZЮЮ[Ю[Ю[Ю[Ю[ШaШaШaШaШaШaРЁbђШaКG8d<d<d<d<d<d<d<d
ИИИИ2@ИФЙФиЙ?MКXҐК(КЮ[ЪeЙл"B<d<dЪeЪeКжЖЮ[Ю[<d8dодавление паутинных клещей достигается при соотношении хищник:жертва 1:50. С 1 м2 площади оранжереи можно получать 10-30 тыс. особей фитосейулюса.

Амблисейус

Амблисейус (Ambliseius mаckeziei Sch.et Pr.) - другой весьма перспективный вид хищного клеща, питающегося табачным трипсом (Thrips tabaci), распространенным вредителем овощных, цветочных культур и табака, являющимся активным переносчиком вируса бронзовости томатов, потери от которого достигают 25% урожая.
При массовом разведении акарифага кормом для него служат мучные клещи (Acarus farris) выращенные на отрубях.
При использовании хищного клеща в парниках в начале нарастания численности трипса на рассаде табака (10-12 самок/растение) популяцию вредителя удается подавить в течение 20-25 дней. в полевых же условиях техническая эффективность составляет в среднем 50-60%.




ФИТОФАГИ

Первое сообщение о подавлении с помощью насекомых развития пастбищного сорняка - лантаны сводчатой (Lantana camara), ранее интродуцированной на Гавайские острова в качестве декоративного растения, было опубликовано в 1924 г. Отмечалось, что случайно завезенный из Центральной Америки червец Orthezia insignis в некоторых районах сильно повреждает этот вид растений. Однако несмотря на успехи по акклиматизации и применению широкого распространения фитофаг не получил. Дальнейшим этапом работы в этом направлении явились планомерные исследования различных видов насекомых, повреждающих лантану на ее первичной родине. В числе наиболее перспективных оказались семенная муха (Ophiomyia lantanae), клоп-кружевница (Tellonemia scrupulosa), моль-пальцекрылка (Platyptilia pusullodactyla), минирующая моль (Cremastolombycia lantanella), жук-усач (Arlenicopsis championi), различные виды совок (Catabena esula, Diastema tigris, Hypena jussalis), огневок, голубянка (Thecla bazochii) и некоторые другие. Ряд из них акклиматизировался после интродукции на островных территориях (Гавайи, Фиджи). Однако наибольший эффект был получен при применении насекомых, питающихся и повреждающих генеративные органы лантаны (клоп-кружевник, бабочка-голубянка и семенная муха). Это позволило быстро ограничить распространение сорняка.
Однако в целом проблема биологической борьбы с сорной растительностью решается в настоящее время с большими трудностями. Во-первых, это связано с тем, что в качестве объектов, способных ограничивать развитие или уничтожать определенные виды сорняков, необходимо отобрать и использовать достаточно специализированные формы паразитических организмов, не поражающих (или не повреждающих) сельскохозяйственные культуры. И, во-вторых их биологические потребности, в частности возможность развития и реализации жизненных функций, особенно интродуцированных видов, должны быть максимально обеспечены в условиях конкретного региона, места применения.
Очевидно, что некоторые растения, в том числе полезные для человека, попадают в разряд сорных, адаптируясь после завоза на новых территориях, где отсутствуют природные фитофаги, ограничивающие их развитие. Классическим примером является успешное предотвращение с помощью биологических средств распространения опунции (Opuntia sp.). Многие ее виды попали из Западного полушария в различные уголки Земли. В некоторых местах (Индия, Шри Ланка, страны Африки и особенно Австралия) опунция одичала и на миллионах гектаров превратилась в агрессивный сорняк, выводя их из хозяйственного оборота. К 1925 г. площади, занятые ею, составили только в Австралии 24 млн га. Для борьбы с опунцией из США, Мексики и Аргентины интродуцировали 12 видов ее фитофагов. Среди них наиболее эффективной оказалась кактусовая огневка (Castoblastis castorum). Расселение ее яиц в местах сосредоточения сорняка (около 9 млн шт. в 1927 г и к 1929 г всего 3 млрд шт.) позволило резко сократить плотность его произрастания. Более того, отмирание поврежденных растений привело к истощению кормовой базы для гусениц огневки, специализированных только к этому роду, что, в свою очередь, вызвало их собственную гибель от голода. Со временем установилось биологическое равновесие между небольшими очагами опунции и огневкой. И теперь сорняк встречается довольно редко и его разрастание (распространение) легко контролируется фитофагом, адекватно увеличивающим свою численность.
Подобные результаты получены также в ЮАР. В Индии и Шри Ланке против опунции (O.vulgaris) успешно внедрен комплекс кактусовой огневки с червецом (Pactylopins indicus).
В не меньшей степени сложным представляется решение проблемы по уничтожению местных видов сорной растительности. Те же виды опунции (O.littoralis, O.oricola) на американском континенте, в частности, в Калифорнии, являются аборигенными формами, которые распространились, вытесняя пастбищные растения в результате чрезмерного выпаса овец. Земли удалось очистить от сорняков только с помощью завезенных с Гавайских островов 2 видов клопов и червеца (Dactylopius opuntiae), собранных с близкородственных растений. Важно лишь подчеркнуть, что для поддержания плотности искусственно созданной популяции червеца, который поедался местными насекомыми, приходилось регулярно ( в течении 10 лет) проводить его колонизацию.
К примерам успешного применения биометода против интродуцированных видов сорняков следует отнести использование семяеда (Apion ulicis) на улексе (Ulex europaeus) в Новой Зеландии, Гавайских островах и США, крестовидной медведицы (Callimorpha jacobaceae) на крестовнике Якова (Cenecio jacobea L.) в Австралии и Новой Зеландии, жука (Stumatiza cordiae) на кордии (Cordia macrosrachya) на Маврикии и Тринидате, пестрокрылки (Procecidochares utilis) на посионнике (Eupatorium apenophorum) на Гавайских островах, трипса (Liothrips urichi) на клидемии (Clidemia mirta) на островах Фиджи и Гавайях и другие. В ряде случаев отмечалось существенное снижение плотности на сельскохозяйственных угодьях (пашне, пастбищах). Так, при колонизации в Канаде слоника (Ceutorhynchus litura), личинки которого питаются внутри стеблей и корней злостного сорняка - бодяка полевого (Cirsium arvense), занесенного в страну из Европы, его распространение в районах выпуска фитофага снизилось на 72%. Два вида слоников (Microlarinus laregnii и M.lyptiformis) из стран Средиземноморья оказались эффективными в США против земляных якорцев (Tribulis terrestris), уничтоживших до 90% растений.
Наилучших результатов удается достичь при использования комплекса насекомых. Например, в США и Австралии в течение 10 лет после выпуска интродуцированных фитофагов зверобоя продырявленного (Hipericum perforatum) - двух видов листоедов (Chrysolina hiperici и C.quadrigemina) и узкотелой златки (Agrilus hiperici) его плотность на пастбищах составила около 1% от прежнего количества.
Не менее вредоносны сорняки и на водных пространствах. Так, широко распространенный в водоемах южных штатов США вид Alternanthera philoxeroides, занесенный из стран Южной Америки, образует при развитии плотный покров на поверхности воды, осложняет навигацию и орошение, снижает количество питьевой воды. Сорняк быстро восстанавливает свою вегетативную массу после механического уничтожения, проявляет высокую устойчивость к действию гербицидов. Для его подавления в США завезли 3 вида насекомых, наиболее эффективных из 50 изученных вредителей-фитофагов. Из них наибольшую эффективность показал листоед - Agasicles hidrophila, имаго и личинки которого питаются листьями и стеблями сорняка. Окукливание происходит также в стеблях. Уже через 1,5 года после выпуска листоед очистил водоемы Флориды в местах обитания, и в настоящее время самостоятельно расселился по южным штатам. Это пример высокой эффективности биологических способов борьбы.
Антропогенное воздействие на природу часто нарушает биологическое равновесие. Это происходит когда не учитываются пределы буферности и саморегулирующей способности экосистем в местах его хозяйственной деятельности. В результате некоторые виды организмов могут получать преимущественное развитие и переходить в доминирующее положение. Например, в ряде стран Африки и Азии нарушения экологической обстановки за счет промышленных стоков (отходы сахарного производства, органические и минеральные удобрения с полей и ферм, пестициды и др.) и попадания их в водоемы привело к перенасыщению водоемов соединениями, стимулирующими рост водного гиацинта (Eichhornia crassipes). Он начал быстро размножаться и расселяться в новые районы по рекам, что вызвало прекращение судоходства, в частности, в верхнем и среднем течении Нила и его притоках, снижение запасов и вылова рыбы (на 25-30%), вытеснение аборигенной флоры и фауны. Это создало неблагоприятную экономическую и социальную обстановку. Возникла необходимость скорейшего подавления популяции водного гиацинта. Широкое и многократное применение против него различных гербицидов (2,4 Д, базарган, велпар, азулам и др.) не привело к существенному улучшению положения. Более того, использование гербицидов крайне отрицательно сказывалось на фитосанитарном состоянии окружающей среды. Проблему удалось решить после завоза из Бразилии насекомых (из отряда Чешуекрылых), паразитирующих на водном гиацинте (Neochetina eichorniae, N.bruchi, Sameodis albigutallis).
Очевидно, что для целенаправленной работы по отбору эффективных фитофагов, используемых для биологической борьбы с сорной растительностью, требуется знать их видовой состав, паразитирующий на конкретном виде, включая членистоногих, возбудителей заболеваний, улиток, рыб и т.д. Причем, как показывает практика, наибольшего успеха удается достичь при применении их комплекса.
В нашей стране уже многие годы активно ведется завоз и акклиматизация многих полезных насекомых, колонизация для насыщения биоценозов местными фитофагами, в частности, для подавления таких сорняков, как виды лебеды, горчака, осота, вьюнка полевого и других. Положительные результаты отмечаются при акклиматизации некоторых листоедов, огневок, галлиц, клещей, рыб и улиток. Однако сложность заключается в том, что фитофаг для проявления активности в не свойственных ранее условиях нового ценоза должен сохранять оптимальное состояние на всех этапах своего развития. В случаях отрицательного воздействия на создаваемую популяцию какого-либо фактора (собственные паразиты и хищники, неблагоприятные условия среды и др.) приходится искусственно поддерживать необходимую ее плотность путем многократных колонизаций фитофага. Очевидно, что это предполагает отработку технологий по массовому получению вида в искусственных условиях. Уже разработаны методы и линии по разведению таких фитофагов, как муха-фитомиза, амброзиевая совка и др.
Особенно остро обозначилась проблема борьбы с опасными видами, некоторые из которых относятся к карантинным растениям (амброзия, повилика, горчак и др.). Так, 3 вида амброзий (Ambrosia tritida, A.artemisifolia, A.spilostachya) распространились от стран Прибалтики до Приморского края и среди них наиболее вредоносной является амброзия полыннолистная (A.artemisifolia). С родины сорняка (США и Канада) интродуцирован специализированный фитофаг - амброзиевая совка (Tarachidia caudefecta) и жук-листоед (Zigogramma saturnalis). С помощью последнего удается успешно контролировать популяцию сорняка. Наиболее полезное воздействие оказывают особи первой генерации. Выйдя весной из земли, перезимовавшие жуки питаются молодыми растениями амброзии. Затем они скапливаются на верхушках побегов, поедая образующиеся генеративные органы, и не покидают растение пока полностью не съедят все листья и побеги. Их численность доходит до 800-900 шт/м2. Поврежденные растения отмирают. Расселение жуков по полю происходит со скоростью около 1 м/сутки. В наших условиях жук приобрел возможность перелетать на небольшие расстояния (до 3 км). Однако для эффективной борьбы с амброзией подобный уровень миграции недостаточен для самораспространения, что заставляет проводить искусственное расселение жуков, способных, кстати, без ущерба обходиться без пищи до 10 дней.
Для уничтожения растений-паразитов заразихи (Orobanche spp.) используется минирующая муха-фитомиза (Phitomyza orobanchia). Ее личинки питаются созревающими семенами сорняка. В результате при достаточной численности фитомизы семенная продуктивность заразихи резко снижается (на 50-80%), что способствует меньшей засоренности полей табака, подсолнечника, овощебахчевых культур. При размещении в посевах 500-1000 пупариев/га фитомизы удается за 3-5 лет снизить зараженность сорняком до хозяйственно неощутимого минимума. В настоящее время производству предложена технология массового получения имаго фитомизы.
К достаточно эффективным регуляторам размножения опасного сорного растения горчака (Acroptilon repens) можно отнести фитофага из класса нематод - горчаковую нематоду (Paranguina picridis) из семейства Tylenchidae. При внесении в почву суспензии ее инвазионных личинок в местах распространения сорняка его зараженность достигала 60%.
В последние годы для подавления популяции заразихи все шире применяются культуры почвенных грибов, поражающие ее семена и всходы. Так, при внесении в пахотный горизонт препарата гриба Fusarium oxisporum var.orthoceras в дозе 100 г/м2 отмечалось почти полное отсутствие сорняка-паразита.
Появились сведения об использовании и других микроорганизмов в борьбе с сорной растительностью. Проводится работа по выделению и оценке их вирулентности, специфичности действия, в частности, некоторых форм ржавчины, альтернарии, бактерий. Апробируются предлагаемые технологии по производству на их основе микотоксинов. Так, в Канаде проведены испытания бактериального гербицида, в состав которого входит ризотоксин, выделенный из штамма азотфиксирующих бактерий. Показана высокая эффективность споровой суспензии Alternaria cuscutaoidae. против повилики на люцерне в условиях Киргизии При повышенной влажности гибель растения-паразита достигала 90-95%. Сложности колонизации (насыщения) полезных микроорганизмов в ценозе определяются проявлением устойчивости у сорняков и снижением патогенности у применяемых штаммов, рас под влиянием факторов внешней среды.
Тем не менее рассмотренные примеры указывают на актуальность и перспективность использования биологических средств для борьбы с сорняками.

Фитомиза

Использование фитомизы для борьбы с различными видами заразихи (Orobanche spp.) - вредоносным паразитическим растением многих технических, овощных, бахчевых и кормовых культур, является достаточно эффективным способом подавления ее популяции. В зависимости от условий года количество цветоносов сорняка в ряде случаев достигает 200 шт/м2. В результате урожай, например, семян подсолнечника снижается почти в 2 раза. При колонизации фитофага семенная продуктивность и, соответственно, зараженность полей заразихой сокращалась на 80%. Необходимо подчеркнуть, что в этом случае обработка 1 га обходится в 30 раз дешевле, чем прополка. Тем не менее в настоящее время площади в России, обрабатываемые с помощью фитомизы, не превышают 100 тыс. га. В значительной степени это связано с технологическими трудностями ее массового получения.
Практике предложено несколько способов производства и накопления фитомизы.

Фитомиза (Ph.orobanchia) относится к семейству минирующих мух (Agromyzidae из отряда Двукрылых - Diptera). Это мелкое насекомое длиной 2-2,7 мм. Имаго серого цвета. Грудь и брюшко черные. Передняя часть головы и усики желтые. По краям брюшка заметны желтая полоса и пятно. Окраска и размеры могут варьировать. Яйца мелкие, овальные, бесцветные (0,4-0,5 мм). Личинка белая, веретеновидная. Имеет 3 возрастные стадии. Куколка коричневая. Пупарий-ложнококон состоит из последней личиночной шкурки. В этой стадии фитомиза зимует в растительных остатках заразихи или в почве. Часть (или все) куколки способны впадать в годичную или многолетнюю (до 4 лет) диапаузу, предохраняя, тем самым, популяцию от вымирания при неблагоприятных для развития условиях.
Вылет фитофага совпадает с образованием цветоносов заразихи и происходит при установлении среднесуточных температур воздуха выше 20оС. После кратковременного периода дополнительного питания и спаривания самки откладывают яйца на бутоны и раскрывающиеся цветки сорняка, под эпидермис с помощью яйцеклада. Средняя плодовитость самки 90 яиц, максимальная до 200 шт. Иногда яйца можно обнаружить и на стеблях.
Отродившиеся (через 1,5-2 дня) личинки внедряются в семенные коробочки, питаясь недозрелыми, формирующимися семенами. У 60% растений заразихи семена фитофагом выедаются полностью. В зависимости от условий их развитие продолжается 14-20 дней. Закончив питание, они окукливаются, предварительно проделав в семенных коробочках отверстия. Через 7-8 дней из них вылетают взрослые мухи. Часть личинок, преимущественно 2 и 3 поколения проникают в стебель, где также окукливаются.
Обычно за вегетационный период развивается 3 поколения, однако в южных районах может формироваться до 5-6 поколений.
Цикл развития от яйца до имаго длится в зависимости от условий 18-36 дней. В среднем для этого требуется 312°С эффективных температур.
В естественных условиях фитофаг часто не в состоянии самостоятельно создать необходимую плотность популяции, способную подавлять развитие и распространение заразихи. Это связано, в основном, с гибелью ее в стадии диапаузирующих куколок при обработках почвы и от хищников и болезней. Поэтому для повышения эффективности фитомизы проводят ее сезонную колонизацию. Расчеты показывают, что для этого на 1 га требуется внести от 500 до 1000 куколок. Для их получения осенью (конец сентября - начало октября) в бумажные мешки собирают засохшие стебли и коробочки заразихи с диапаузирующими куколками на участках с большой их численностью (посадки табака, томатов или подсолнечника). Собранный материал подсушивают при влажности воздуха не более 55-60% (например, на стеллажах в теплицах) и хранят при температуре 6-7°С. Весной при появлении цветоносов заразихи мешки с сухим материалом, содержащим куколок фитомизы, подвешивают в защитных полосах на деревьях или в поле на кольях на высоте 60-80 см (1 мешок/га). В верхней части мешков делают П-образный вырез и отгибают "язычок" (полоску), на который наносят сахарный сироп для подкормки вылетающих через отверстие имаго, выходящих из куколок. Можно использовать и сформировавшихся имаго, собираемых в хранилищах (навесах,теплицах) эксгаустером с "язычка" при вылете из мешков. В этом случае норма выпуска фитофага составляет 1600 особей/га при плотности заразихи 3-5 цветоноса/м2 и 400 особей/га при 1 цветоносе/м2 1000 мух весят 0,74 г. Из-за неравномерного формирования цветоносов выпуск проводят в течение 2-3 недель с интервалом 4-6 дней. За 2 недели до этого для реактивации куколок фитомизы и стимулирования вылета имаго мешки с сухим материалом переносят в помещения с повышенной температурой 23-25°С.
Массовое получение фитомизы в производственных условиях осложняется наличием значительного числа видов (преимущественно из отряда Перепончатокрылых), паразитирующих на ее предимагинальных стадиях развития. Это предполагает отбор здоровых не зараженных линий фитофага из природных популяций. Тем не менее, практикой освоена технология разведения фитомизы в теплицах. Последовательность ее этапов предусматривает размножение заразихи на различных сортах томатов. Для этого семена сорняка вносят в лунки при высадке рассады томатов из расчета 0,5-1 г/м2. При появлении цветоносов заразихи в теплицы выпускают имаго фитофага, которых отлавливают эксгаустером в садках (с ячейкой сетки 0,7 х 0,7 мм) при вылете из куколок. Куколок с цветоносами собирают в поле, как указано выше, материал подсушивают и хранят до момента использования. За 2 месяца до выпуска для прекращения диапаузы куколок материал переносят в садках в помещения с температурой 25°С и влажностью 75-80%. В течение 5 месяцев (апрель-август) можно получить 5-6 поколений фитомизы (или до 200 куколок/м2 при плотности заразихи 50-60 цветоносов/м2).

ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧЕСКИЕ ЗПНЯТИЯ

Тема 1. Методы сбора энтомофагов и акарифагов

Материалы и оборудование. Сачки. Эксгаустеры. Совки или лопатки. Клей "Пестификс" или вазелин. Желтые ленты и чашки Мерике. Стеклянные банки. Пробирки. Энтомологические иголки. Кисточки. Белая бумага (ватман). Фиксирующие жидкости (70% спирт и 4% формалин.
Сбор энтомофагов и акарифагов можно проводить на разных стадиях развития их хозяев, непосредственно собирая открыто питающихся на растениях вредителей (гусениц бабочек, личинок, имаго), а также кладки яиц. Кроме того, имеется целый ряд способов, облегчающих эти операции, например, кошение сачком, использование лoвушек и эксгаустера и т.д.
Кошение сачком - наиболее простой прием, позволяющий в сухую погоду собирать взрослых энтомофагов, приуроченных к надземным частям растений. При обкашивании растения сачок быстро проводят вдоль него, сначала снизу вверх, затем, наоборот. На молоных посевах или травянистой растительности делают взмахи (от 1 до 2 м), направляя нижнюю часть обвода сачка по растениям, а верхнюю - над ними. После 10-20 взмахов насекомых собирают, переносят в пробирки, в которые кладут этикетки с указанием даты, места сбора, вида и сорта растения. Мелких и подвижных насекомых можно выбирать из сачка с помощью эксгаустера. При необходимости их фиксируют непосредственно в поле в 70% спирте или 4% формалине.
При сборе насекомых с деревьев и кустарников их отдельные ветки помещают в сачок и несколько раз энергично встряхивают. В результате находящиеся на них виды попадают в нижнюю часть сачка, откуда их выбирают после окончания операции.
Для сбора мелких насекомых (различных Перепончатокрылых, Трипсов и др.), клещей с поверхности растений целесообразно использовать эксгаустер (приложение 1-1). Каждую партию вытряхивают в пробирку и фиксируют, снабдив этикеткой.
Разнообразные ловушки (цветные и белые клеевые, почвенные, Мерике) используются для получения информации о количественном составе энтомофагов, эффективности отдельных видов в конкретном биоценозе в динамике. Поэтому их размещают заблаговременно на стационарных участках (в поле, оранжерее, парниках и т.д.). Почвенные ловушки для сбора хищных насекомых, движущихся по поверхности почвы, представляют собой стеклянные банки, вкопанные в нее по самую кромку. Учет динамики численности насекомых, обладающих таксисом на желтый цвет, проводят с помощью чашек Мерике (высотой 8 см и диаметром 24 см). Чашки размещают на ровной поверхности или подставках с таким расчетом, чтобы края находились на уровне растений. В них наливают воду и добавляют моющего средства или масла. Попавших в чашку насекомых выбирают кисточкой (2 раза в неделю) и помещают в пузырьки с фиксатором и этикеткой. Плоские клеевые ловушки, чаще тоже желтого цвета, для сбора мелких насекомых подвешивают в оранжереях или размещают на фанерных щитах. В качестве клеящего вещества используют энтомологический клей "Пестификс" или вазелин, тонкий слой которых наносят кисточкой на поверхность ловушек.
Для выявления зараженности паразитами проводят также массовые сборы различных стадий членистоногих, открыто питающихся на растениях, или находящихся в стадии покоя в растительных остатках и верхнем слое почвы. При их осмотре часто можно обнаружить яйца мух тахин (на гусеницах, например) или других энтомофагов. Для анализа собирают и кладки вредителей.
Задание 1. С помощью рассмотренных способов провести сбор вредителей и паразитирующих на них насекомых и клещей в оранжерее или в поле.
Задание 2. Полученный материал рассортировать по отрядам и семействам.
Задание 3. Разложить определенные виды насекомых на ватных матрасиках, а мелкие особи разместить по пробиркам с 75% спиртом, и все образцы заэтикетировать.

Тема 2. Выведение паразитических насекомых Материалы и оборудование. Садки. Деревянные колодки с пробирками. Сосуды на 50-100 мл. Капроновая сетка. Вата. Песок. Парафин. Спиртовки. Микросккопы МБС-9 или МБС-1. Энтомологические иголки и коробки. Пенопласт. Глицерин или КОН.
Объективные данные о связи препарата с тем или иным видом вредителя можно получить при непосредственном исследовании их на зараженность в контролируемых лабораторных условиях. В частности, собранные кладки яиц насекомых вместе с субстратом, на котором они расположены, помещают в пробирки на увлажненные ватные тампоны и закрывают капроновой сеткой. Затем пробирки вставляют на половину их длины в деревянную колодку и выставляют на свет. Вылетающих паразитов периодически выбирают и фиксируют.
Куколок, личинок в коконах после сбора содержат в садках или стеклянных стаканах, покрытых капроновой сеткой, в условиях, близких к природным (влажность 60-75%, подстилка из гофрированной фильтровальной бумаги для объектов, собранных в растительных остатках, или промытого увлажненного песка - для найденных в почве). Для активизации видов, находящихся в диапаузе, герметичные сосуды, например, эксикаторы, с насекомыми помещают в холодильник при 3-5оС и влажности 75% на 3-4 месяца.
Активные стадии насекомых поддерживают на живом субстрате (свежесорванные листья, срезанные ветки, молодые горшечные растения) в садках. Вылетающих или окукливающихся паразитов собирают и фиксируют.
Задание 4. Поместить в садки собранных живых насекомых или их неактивные стадии.
Задание 5. Смонтировать препараты (демонстрационные - на пенопласте и фиксированные) энтомофагов.
Задание 6. Определить заселенность яиц клопа-черепашки личинками Telenomus spp.
Ход работы. Яйца клопа-черепашки помещают на часовые стекла и заливают их для просветления глицерином или раствором КОН. Через час под бинокуляром отмечают их число, заселенное личинками 1-го возраста.

Тема 3. Таксономическая характеристика хищных и паразитических насекомых и клещей
Материалы и оборудование. Микроскопы МБС-9 или МБС-1, МБР-1. Препаровальные иглы. Предметпые, покровные и часовые стекла. Энтомофаги из различных отрядов и семейств (сухие, фиксированные и готовые препараты).
Определение видовой принадлежности относится к важным этапам выяснения роли конкретного энтомофага в регуляции численности вредителей. Разработаны специальные таблицы и ключи, характеризующие их отличительные признаки на уровне отряда, семейства, рода и вида.
Задание 7. Определить отряд и семейство энтомофагов, используя соответствующие определительные таблицы (Приложение 1).

Тема 4. Вирусные болезни насекомых.
Материалы и оборудование. Микроскопы МБР-1. Центрифуга ТН 12 или Т 24. Камеры Горяева. Живые гусеницы (совок, молей или шелкопрядов). Термостат. Фильтровальная бумага. Спиртовки. Физраствор. 1% бриллиантовая зелень. 1% пикриновая кислота. 1% раствор NaОН. 70% спирт с формалином (10 мл 40%). Фуксин Циля (1г основного фуксина + 10 мл спирта + 5 г фенола).
Вирусы широко распространены в естественных условиях и поражают представителей многих отрядов насекомых. Наиболее часто обнаруживаются болезни типа гранулеза и полиэдроза - ядерного и цитоплазменного, вирионы которых легко могут быть обнаружены с помощью электронного микроскопа. Вместе с тем, скопления частиц в пораженных тканях образуют включения, что позволяет различать их под обычным световым микроскопом. При гранулезе патологические изменения захватывают обычно жировую ткань насекомых, клетки которых заполняются зернистыми включениями-гранулами (0,2-0,3 мкм), обнаруживаемыми после специальной окраски. Формирующиеся в пораженных тканях при полиэдрозе кристаллические включения (полиэдры с 5-8 гранями) имеют размеры от 3 до 16 мкм.
Задание 8. Провести микроскопический анализ зараженности гусениц полиэдрозом и гранулезом.
Ход работы. На предметное стекло наносят каплю гемолимфы насекомого, вытекающую после укола, и делают мазок. Мазок можно приготовить, проведя по стеклу кусочком исследуемой ткани. После подсушивания препараты фиксируют. Для выявления полиэдров по методу Похила мазки после фиксации над пламенем спиртовки окрашивают 1% водным раствором бриллиантовой (или малахитовой) зелени (10-15 сек), промывается водой и докрашивается 1% раствором пикриновой кислоты (3-5 мин). Затем препараты ополаскивают водой, сушат и просматривают под иммерсией. Полиэдры имеют золотисто-желтую окраску.
При выявлении вируса гранулеза 2 подсушенных препарата фиксируют в растворе спирта с формалином (10 мин). Затем фиксатор удаляют с помощью фильтровальной бумаги и один препарат обрабатывают раствором щелочи, (1 мин) и промывают водой. После этой операции оба препарата окрашивают фуксином Циля (1 мин), промывают и подсушивают. На стекле, обработанном щелочью, скопления вируса гранулеза окрашиваются в красный цвет. Споры бактерий остаются бесцветными, что обнаруживается при сравнительном просмотре обоих препаратов.
Задание 9. Выделить и очистить препараты вирусного полиэдроза или гранулеза из инфицированных насекомых.
Ход работы. Зараженных через корм гусениц непарного шелкопряда (или совок) с признаками заболевания вирусом полиэдроза размельчают в стерильном физиологическом растворе (или дистиллированной воде) с помощью гомогенизатора в течение 1-3 мин Полученную массу фильтруют через марлю. Затем фильтрат центрифугируют для осаждения полиэдров при 3-5 тыс об/мин в течение 15-25 мин Осадок несколько раз (2-3) промывают физраствором с последующим центрифугированием при 2000 тыс об/мин 10-15 мин. После последней промывки в дистиллированной воде осадок полиэдров сушат в термостате при 37°С.
При отсутствии инфекционного материала полиэдры можно получить непосредственно из суспензии препарата ВИРИН путем осаждения их после добавления лактозы (0,3-6%) центрифугированием при 2000-4000 об/мин.
Для получения препарата вируса гранулеза зараженных гусениц также размельчают в физиологическом растворе. Суспензию фильтруют. Полученную жидкость осветляют умеренным центрифугированием при 1,5 тыс об/мин 30 мин, для удаления грубых фрагментов. Надостаток центрифугируют снова при 7-12 тыс об/мин в течение 45 мин. Гранулы выпадают в осадок.

Тема 5. Простейшие - возбудители болезней насекомых.
Материалы и оборудование. Микроскоп МБИ-1. Бинокуляр МБС-2. Скальпель. Препаровальные иглы. Пастеровские пипетки. Предметные и покровные стекла. Спиртовка. 70% этиловый спирт (или 5% формалин). Погибшие насекомые (личинки, гусеницы, куколки, имаго). Краситель Фонтана (свежеприготовленный).
Простейшие относятся к активным регуляторам численности насекомых. Поражая их различные органы и ткани, они способны вызывать их разрушение и отмирание. Инфицирование происходит с потребляемой пищей и от контакта с заболевшими особями. Простейшие, заражая насекомых, могут передаваться и в последующее их поколение. Возбудители заболеваний этого класса имеют сложный цикл развития и проходят ряд последовательных стадий (пламонта, меронта, споронта, споробласта).
Задание 10. Определить зараженность насекомых простейшими. Ход работы. Образцы погибших насекомых стерилизуют с поверхности путем кратковременного погружения (1-3 мин) в 70% этиловый спирт (или 5% формалин на 15 мин). Затем в их теле делается прокол в области брюшка (передняя его часть) и на предметное стекло выдавливается капля гемолимфы. Каплю накрывают покровным стеклом. Одновременно на другое стекло под бинокуляром вычленяют для анализа кусочки тканей (гиподермы, жирового тела и эпителия) с помощью препаровальных иголок и делают мазок. Приготовленные препараты просматривают под микроскопом. Выявляют дрожжеподобные формы (шизонты) или споры простейших. Делают заключение о локализации возбудителей выявленного заболевания, его морфологии и влияния на ткани.
В спорах простейших обнаруживается продольная темная полоска - полярная нить, с помощью которой возбудитель прикрепляется к тканям насекомого. Для ее контрастирования и наблюдения под микроскопом используют краситель Фонтана, помещая в него мазок на 15 мин с последующей фиксацией в формалине. Нити окрашиваются в черный, а сами споры красно-коричневый цвет.
х) Краситель Фонтана: в 5% AgNO3 по каплям при постоянном взбалтывании добавляют аммиак до образования нерастворяющегося осадка. Затем в раствор прибавляют по каплям 5% AgNO3 до появления неисчезающей мути и исчезновения запаха аммиака. Реактив не хранится.

Тема 6. Препараты грибного происхождения.
Материалы и оборудование. Микроскопы МБР-1. Камеры Горяева. Колбы на 250 мл. Пробирки в штативах. Чашки Петри. Пипетки мерные на 10 и 1 мл. Спиртовки. Предметные и покровные стекла. Термостат. Посевные иглы. Стерильные бумажные пакеты и вода. Весы.
Применение микробиологических препаратов в защите растений требует умения выделять возбудителей из различных источников, проводить их идентификацию, определять жизнеспособность и патогенные свойства. В частности, видовая принадлежность грибов определяется по особенностям строения конидиеносцев, форме и расположению конидий, а также характеру развития их на искусственных средах. Так, известно, что почвенный гриб Trichoderma lignorum - антагонист многих возбудителей болезней - на среде Чапека образует мицелий вначале белого, затем по мере развития спороношения зеленого цвета; имеет разветвленные конидиеносцы, на которых формируются зеленые шаровидные споры (2,5-3,75 мкм), собранные в головки по 10-20 шт.
Задание 11. Определить плотность гриба Tr.lignorum в почве. Ход работы. С глубины 20-30 см почвы берут пробы по 30-50 г в стерильные бумажные пакеты. 10 г почвы растирают, используя стерильную воду, переносят в колбу и доводят объем до 100 мл. Суспензию встряхивают и разводят в соотношениях 1:100, 1:1000 и 1:10000 и т.д. путем переноса 1 мл взвеси в пробирку с 9 мл стерильной воды и т.д. Из 2, 3 и 4 разведений проводят посев на агаризированную среду Чапека (рН 4,5-5). В состав среды входят: сахароза - 3 г, NaNO3 - 0,2 г, КН2РО4 - 0,1 г, MgSO4 - 0,05 г, КСе - 0,05 г, FeSO4 - 0,001 г, агар-агар - 1,5%, воды - 100 мл. Для подкисления до указанной рН в разогретую среду вносят молочную кислоту из расчета 4 мл на 1 л среды. После разлива в чашки Петри на застывшую поверхность наносят 0,1 мл почвенной суспензии и равномерно распределяют ее стеклянным шпателем. Чашки переносят в термостат на 3-5 дней при 26-28°С. Учитывают число колоний гриба. Для достижения большей чистоты культуры колонии пересевают на новые чашки Петри с соблюдением асептики, с помощью прокаленной иголки.
Задание 12. Определить численность спор гриба. Ход работы. С чашки Петри с колониями гриба делают смывстерильной дистиллированной водой (100 мл) и фильтруют его через двойной слой марли. Одну каплю наносят на поверхность камеры Горяева и подсчитывают число спор в 10 больших квадратах. Если число спор в квадрате превышает 50, то для анализа используют суспензию с большим разбавлением (кратное 10-100). Титр суспензии полученной в результате смыва с одной чашки расчитывается по формуле: Т=25*104 а р, где а - среднее число спор в большом квадрате, р - разведение суспензии.
Задание 13. Определение жизнеспособности спор. Ход работы. Суспензию спор гриба с известным титром (1 мл) наносят на поверхность агаризованной стерильной среды Чапека (сусло-агар или картофельно-глюкозную) и равномерно распределяют с помощью стерильного стеклянного шпателя. После этого чашки завертывают в бумагу и помещают в термостат при температуре 26-28оС. Через 3-5 дней подсчитывают число образовавшихся в чашках колоний Tr.lignorum, сравнивая его с исходным титром. В % определяют жизнеспособность спор гриба.

Тема 7. Разведение энтомофагов.
Материалы и оборудование. Зерно (ячмень, пшеница). Яйца зерновой моли. Имаго трихограммы. Поддоны. Садки. Термостат. Водяная баня. Бритвы (безопасные). Бинокуляр МБС-2.
Проросшие клубни картофеля с червецом. Сита. Фильтровальная бумага (в рулоне).
Практический успех от применения средств биологической защиты во многом определяется технологичностью операций массового производства полезных видов в искусственных условиях. В частности, это необходимый этап получения стерильных особей вредителей для насыщения их природных популяций, а также при производстве вирусных препаратов, нематод, энтомофагов, где предимагинальные стадии используются в качестве субстрата для их накопления.
Уже отработаны методы массового получения таких энтомофагов, как фитомиза, трихограмма, энкарзия, акарифагов - фитосейулюс, нематод - Steinernema earpocapsae и др.
Задание 14. Ознакомиться с технологией разведения трихограммы и провести анализ зараженности зерна ситотрогой и ее яиц энтомофагом.
Ход работы. Излагаемая схема получения энтомофага тождественна технологии разведения трихограммы на биофабриках.
На слой (5 см) пропаренного зерна (ячмень, пшеница, рожь) с влажностью 15-16% в поддонах наносят яйца зерновой моли - ситроги (1 г/кг). Поддоны помещают в садки, которые ставят в термростаты (при температуре 22-24°С и относительной влажности около 80%). Через 5-7 дней проводят анализ числа отродившихся гусениц (по остаткам яиц) и числа инвазионных ими зерен, разрезая их лезвием безопасной бритвы (в %). Бабочек зерновой моли переносят в садки с сетчатым дном и покрытые тканью для кладки яиц. Отложенные ими яйца собирают и рассыпают на слегка увлажненные стеклянные полки, которые размещают в садки-виварии (40 х 40 х 50 см). В них запускают самок трихограммы (или подсыпают на полки яйца ситотроги, зараженные ею). Через 3 дня подсчитывают число почерневших и покрасневших яиц ситотроги (в %). Зараженные яйца кисточкой стряхивают со стеклянных полок в бумажные пакетики и помещают их на хранение (1-2°С, влажность 90%).
Работа выполняется по этапам в процессе освоения практических заданий лабораторного практикума.
Задание 15. Ознакомиться с технологией производства псевдофикуса.
Ход работы. На этиолированные ростки картофеля (или плоды тыквы), зараженные червецом в фазе 2-3 возраста, размещают его мумифицированные особи, собранные в естественных условиях. Вокруг растений раскладывают гофрированную бумагу - место скопления энтомофага и зараженных личинок червеца, и помещают в термостат при температуре 22-25оС и влажности 75%. Через три дня мумии собирают, очищают просеиванием через сито (ячейка 0,5 мм) и подсчитывают.

Тема 8. Разведение полезных видов на искусственных средах.
Материалы и оборудование. Холодильник. Термостат. Электромешалка. Водяная баня. Весы технические. Кюветы (на 2 л). Чашки Петри. Эксикаторы. Реактивы (агар-агар, сахароза, глюкоза, аскорбиновая кислота, метиловый эфир параоксибензойной кислоты (метабен), сорбиновая кислота, формалин 40%, дистиллированная вода). Материалы (зародыши пшеницы, зерна фасоли, сухие пивные дрожжи, крахмал, порошок листьев картофеля, люцерновая мука, яйца или гусеницы совок, моли).
При массовом производстве энтомофагов (трихограмма, энкарзия и др.) требуется большое количество живых насекомых, используемых в качестве хозяев. Для их выращивания необходимы значительные материальные затраты на функционирование оранжерей при культивировании кормовых растений и специальное технологическое оборудование (садки, сепараторы, ловушки и др.), а также оплату обслуживающего персонала биофабрик. Поэтому эффективнее, в том числе и экономически, разводить насекомых на искусственных средах из дешевых компонентов в течение всего года.
Задание 16. Приготовить питательную среду. Ход работы. Рецепт среды для выкармливания гусениц (совки - капустная, озимая, огородная, хлопковая, с-черная и др.) из расчета на 1 л: люцерновая мука - 115 г, зародыши пшеницы - 115 г, сухие пивные дрожжи - 34 г, метабен - 2 г, аскорбиновая кислота - 5 г, бензойная кислота - 1,6 г, 40% формалин - 3 мл, агар-агар - 10 г. Выращивание картофельной моли проводят на следующей среде: крахмал картофельный - 5 г, порошок листьев картофеля - 25 г, зародыши пшеничных зерен - 15 г, аскорбиновая кислота - 0,5 г, глюкоза (или сахароза) - 1,5 г, метабен - 0,1 г, формалин - 0,1 мл, дистиллированная вода - 100 мл.
Все навески сухих компонентов (кроме аскорбиновой кислоты) перемешивают с половиной необходимого количества воды. В другую половину воды вносят агар-агар и ставят на водяную баню для его растворения. Затем обе смеси смешивают, добавляют аскорбиновую кислоту и формалин и разливают в соответствующие емкости (чашки Петри, банки, кюветы или эксикаторы). На среды помещают отродившихся гусениц.

Тема 9. Нематодные болезни насекомых.
Материалы и оборудование. Горшки со свежей почвой. Совки. Металлическая сетка (с ячейкой 1-2 мм). Живые гусеницы или личинки насекомых. Предметные стекла. Часовые стекла (диаметром 15 см). Чашки Петри. Эксикаторы. Микроскопы МБР-1. Фильтровальная бумага.
Получение и использование в производстве биопрепаратов на основе нематод находится еще в начальной стадии. Из промышленных препаратов, применяемых против почвообитающих стадий вредных насекомых (личинки жуков и диапаузирующие фазы других видов, в частности саранчевых) известен CNS-ДД-136, содержащий инвазионные личинки из семейства Steinernematidae.
Зараженность насекомых, например, после опрыскивания биопрепаратами, определяют при вскрытии погибающих или погибших особей. Присутствие же и распределение нематод в почве выявляют с помощью специальных ловушек.
Задание 17. Изготовить нематодоловушки, установить их и определить наличие в почве видов, поражающих насекомых.
Ход работы. Из металлической сетки свертывают цилиндры диаметром 5 мм и длиной около 30 мм. В него помещают живую гусеницу (или личинку) насекомого 4-5 возраста. Концы цилиндра зажимают для предотвращения ее выползания и закапывают на выбранном участке (или в сосуд с анализируемой почвой) на глубину 5-8 см. Число используемых цилиндров на единицу площади (или объема) почвы определяется решаемой задачей. Через 5-7 дней (при температуре около 25°С) цилиндры извлекаются. Гусениц помещают на предметное стекло с полоской фильтровальной бумаги (Приложение 1-2). Стекло кладут на перевернутую вверх дном чашку Петри и помещают в часовое стекло с водой, так, чтобы конец фильтровальной бумаги был погружен в нее. Затем всю конструкцию размещают в эксикаторе. Личинки нематод, покидая тело насекомого, мигрируют по влажной фильтровальной бумаге, собираясь на дне часового стекла. Их численность подсчитывается под микроскопом.

<< Предыдущая

стр. 6
(из 8 стр.)

ОГЛАВЛЕНИЕ

Следующая >>